viernes, 14 de junio de 2019

LAVADO DE MANOS

OBJETIVO

Aprender a realizar un correcto lavado de manos, lo que nos permitirá trabajar de forma higiénica en el laboratorio.

FUNDAMENTO

Es importante mantener condiciones de asepsia para trabajar en el laboratorio de biología molecular, para evitar la contaminación de los trabajadores y de las muestras que manipulamos, por este motivo el lavado de manos se realizará siempre antes y después de la jornada de trabajo, ademas de en cualquier momento que sea necesario, si hubiese un derrame, salimos del laboratorio, etc.

PROCEDIMIENTO

Lo realizamos de la siguiente forma, que es la que recomienda la OMS:

  1. Nos mojamos las manos con agua.
  2. Depositamos en la palma de la mano una cantidad de jabón suficiente para cubrir toda la mano.
  3. Nos frotamos las palmas de la mano entre sí
  4. Frotamos la palma derecha contra el dorso de la izquierda entrelazando los dedos y viceversa.
  5. Frotarse las palmas de la manos entre sí, con los dedos entrelazados
  6. Frotarse el dorso de los dedos de una mano con la palma de la mano opuesta agarrándose los dedos.
  7. Frotarse con un movimiento de rotación el pulgar izquierdo atrapándolo con la palma de la mano derecha y viceversa.
  8. Nos frotamos la punta de los dedos de la manos derecha contra la palma de la izquierda haciendo movimientos de rotación y viceversa.
  9. Nos enjuagamos las manos con agua
  10. Secamos con una toalla desechable
  11. Nos ayudamos de la toalla para cerrar el grifo
  12. De esta forma las manos ya están preparadas para trabajar y para ponerse los guantes estériles y así manipular el material



CULTIVO CELULAR

OBJETIVO

El objetivo de esta práctica fue el de afianzar conocimientos, ya que habíamos realizado cultivos celulares previamente. Además aprovechamos la previa limpieza de la cabina de flujo laminar para realizar dicho cultivo.

Material necesario:
  • Gradillas.
  • Pipetas estériles de vidrio
  • Auxiliar de pipeteado
  • Vaso de precipitados
  • Eppendorfs
  • Tubos de ensayo
  • Micropipetas
  • Puntas de micropipeta
  • Frascos de Roux
  • Microscopio invertido
  • Camara de Nebauer
  • Contador de células
Reactivos
  • Medio de cultivo
  • Colorante azúl tripán
PROCEDIMIENTO
  • En primer lugar nos dirigimos al congelador de -70 ºC y cogimos unas células que estaban congeladas, en dicha etiqueta databa del año 2016.


  • Para descongelarlas empleamos el baño María donde la pusimos a una temperatura de 37ºC
  • Una vez alcanzada la temperatura las pusimos en la cabina de flujo laminar
  • IMPORTANTE: siempre rociar con alcohol de 70 ºC antes de introducirla en la cabina de flujo al igual que las manos del operador.
  • Tras ello con ayuda de una pipeta de 10 mL pipeteamos 5 mL de medio de cultivo y lo pusimos en dos tubos Falcón (5 mL en cada uno), además los tubos Falcón lo pusimos unos segundos en el baño María ya caliente debido a que no sufriera las células un cambio grande de temperatura al introducirlas en el medio.



  • Una vez algo más calentado el medio de cultivo, volcamos las células sobre el medio de cultivo y se resuspende con la misma pipeta. (la cantidad de cultivo es de un mL aproximadamente). Esto se realizó en un tubo Falcon, en el otro se dejó solo el cultivo
  • Tras ello cogimos 3 mL del Falcon con células y la depositamos en un frasco de Roux, además de 2,5 mL del Falcon con medio solo; es importante recalcar que para depositarlo en dicho frasco lo pongamos un poco inclinado pero no completamente perpendicular.
  • Cerramos el frasco de Roux

  • Tras ello observamos en el microscopio invertido los resultados, y vimos que había multitud de células.
Podemos observar gran cantidad de células

  • Seguidamente se introdujo los frascos en la incubadora de CO2, la cual pudimos observar que no tenía agua, así que la llenamos, y dejamos allí el cultivo. IMPORTANTE: desenroscar un poco el tapón del frasco de Roux al introducirlo en la incubadora de CO2.

  • Mientras tanto pensamos en realizar una tinción de las células, como ya sabíamos previamente, la tinción con azul tripán nos dará como resultado que; las células blancas son las vivas y las azules son las muertas.
  • Para realizar la tinción primero pipeteamos 200 µL de cultivo celular y lo depositamos en dos tubos eppendorfs, lluego pipeteamos 10 µL de azul tripán en dos tubos eppendorfs y en otros dos depositamos 20 µL. Así respectivamente en los primeros se introdujo 30 µL de cultivo celular y en los segundos se introdujo 20 µL de cultivo celular. De esta forma tendríamos los dos tubos primeros diluidos al 1/4 (factor de dilución 4) y los dos últimos diluidos al 1/2 (factor de dilución 2).

  • Tras ello guardamos de nuevo el cultivo celular en la incubadora.
  • Posteriormente y con ayuda de una micropipeta pasteur cogimos una pequeña cantidad del de factor de dilución 4 y lo pusimos en la cámara de Neubauer, con el de factor de dilución 2.
  • Seguidamente se observó la cámara de Nebauer al microscopio electrónico y observamos en uno multitud de células vivas, aunque también algunas muertas y además en el otro no salió tantas células pero pudimos observar protozoos.



Protozoo observado al microscopio

Microorganismo no identificado.

RECUENTO CELULAR
  • Para realizar esto usamos el microscopio electrónico y fuimos haciendo el recuento del cuadro.
  • Además nos valimos de un contador de células. 
  • Los resultados fueron:
  • 9 células vivas
  • 11 células muertas
  • El factor de dilución es 2



Para realizar el recuento, tras contar las células ayudándonos con nuestro contador, a través de las siguientes fórmulas obtuvimos los siguientes resultados: (además también calculamos la viabilidad)




NORMAS DE TRABAJO Y DESINFECCIÓN DE LA CABINA DE FLUJO LAMINAR.

OBJETIVO

Con esta practica aprendimos a utilizar la cabina de flujo laminar y la realización correcta de la limpieza para, de esta forma poder trabajar de forma estéril posteriormente.

FUNDAMENTO

Antes del uso de la cabina de flujo laminar se realizó una lmpieza con desinfectante adecuado, además de aplicarle luz UV correspondiente.

Material necesario:

  • Alcohol de 70º
  • Paño o papel
  • Cabina de flujo laminar
  • Guantes y bata

PROCEDIMIENTO DE LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN
  • El ventilador de la cabina debe de estar en funcionamiento
  • Se usan tejidos estériles de un solo uso humedecidos con desinfectante
  • Se limpia con agua jabonosa y aplicación de alcohol de 70º
  • No verter ningún líquido directamente sobre la zona de trabajo.
  • Con una gasa estéril y guantes se reaiza el arrastre siguiendo el sentido del flujo del aire, y de las áreas de mayor a menor contaminación
  • IMPORTANTE: No mojar el filtro HEPA mientras se limpia la cabina.
  • Usar siempre guantes y bata protectora
  • Todo el material utilizado se considera residuo contaminado
  • Siempre se debe realizar antes de cualquier trabajo en la cabina, una vez acabado el trabajo, siempre que se cambie el programa de trabajo y en caso de producirse derrames.





ACTIVIDADES

El aire en la cabina de flujo laminar ¿Desde dónde hacía donde se dirige?

Estas cabinas están abiertas parcialmente por delante, y existe una corriente de aire descendente de flujo laminar, uniforma y unidireccional, que atraviesa un filtro de alta eficacia, el flujo laminar que proviene del filtro protege el producto, mientras que el procedente del exterior protege al operador. Ambos, son conducidos a través de unas rejillas situadas en la parte delantera  trasera de la superficie de trabajo hasta un plénum, desde donde se redistribuye el aire.

Por qué se recomienda dejar el material limpio que se va a usar a la izquierda y el que se ha usado o el de desecho a la derecha?

Para que repercuta lo menos posible a la hora de realizar el trabajo, ya que hecho de otra forma luego nos molestará a la hora de realizar los experimentos que llevemos a cabo en la cabina de flujo laminar.

jueves, 13 de junio de 2019

LIMPIEZA Y ESTERILIZACIÓN DEL MATERIAL DE VIDRIO

OBJETIVO

Con esta práctica aprendimos la limpieza correcta del material fungible para poder trabajar adecuadamente en procesos de forma estéril.

FUNDAMENTO

Tras usar nuestro material de vidrio en el laboratorio necesitamos siempre dejarlos en condiciones adecuadas para trabajar con ellos al día siguiente, para poder realizar esto empleamos desinfectantes y así podemos eliminar microorganismos y suciedad y luego se puede aplicar una esterilización por calor húmedo, en esta práctica usamos un autoclave.

Material necesario:
  • Autoclave 
  • Estropajos
  • Bolsas de esterilización
  • Control de esterilización
  • Agua destilada
  • Solución jabonosa
PROCEDIMIENTO DE LIMPIEZA

Lo primero que realizamos fue limpiar el material de vidrio con agua y solución jabonosa en los que usaremos estropajos para frotar correctamente el material y aclarar bien con abundante agua. El ultimo aclarado debe ser con agua destilada.



PREPARACIÓN DEL MATERIAL PARA ESTERILIZAR
  • Dejar escurrir.
  • Introducir el material en bolsas especiales de autoclave, una vez este seco
  • Sellar la bolsa con cinta aislante indicadora, esta cinta cambia de color si la esterilización se ha realizado correctamente, si se torna de un color marrón oscuro la esterilización ha sido exitosa, y si es totalmente negro, es que las condiciones han sido demasiado elevadas para la esterilización, como más tiempo del necesario.


EL AUTOCLAVE

El autoclave es un equipo de laboratorio que utiliza calor húmedo para esterilizar determinados materiales, aunque el proceso de esterilización del autoclave es bastante corto, lo cierto que en realidad la totalidad es de bastante más tiempo puesto que primero tiene que alcanzar las condiciones establecidas, esterilizar el material y volver a reestablecer la temperatura y presión, siempre debemos tener cuidado al abrirlo y procurar asegurarnos que la temperatura ha bajado lo suficiente, tanto como la presión. 
El autoclave consta de una tapa hermética, en cuyo interior hay una rejilla para situar los objetos y un recipiente con agua destilada que se convertirá en vapor. Calienta el agua destilada en su interior para convertirla en vapor, dicho vapor aumenta la presión en el interior hasta los niveles que se hayan establecido. El aumento de la presión genera un aumento de la temperatura de ebullición del agua y por tanto, que el vapor de agua tenga una temperatura más elevada llegando hasta los 121ºC.

PASOS A REALIZAR
  • Se llena el depósito con agua hasta la medida indicada, pusimos la llave de paso en vapor. IMPORTANTE: siempre debe quedar el nivel del agua por debajo de la rejilla.

  • Poner el material sobre la rejilla (el cual ya hemos introducido en la bolsa y sellada con cinta)
  • Cerrar la tapa de forma hermética.
  • Comprobar que esta enchufado y encenderlo
  • Pusimos la temperatura y presión  determinada que era de 1 atm y de 121ºC  e iniciamos el proceso.
  • Pasados unos minutos se cierra la llave de purga del aire
  • Tras unos 30 minutos aproximadamente alcanzó la temperatura y presión que establecimos, empezó a salir vapor, lo dejamos 5 minutos y cerremos la llave de paso, tras ello se activó el contador del tiempo, el cual habíamos establecido en 15 minutos, cuando pasaron los minutos el autoclave finalizó.
  • Una vez finalizado no se debe abrir inmediatamente, primero lo apagamos, seguidamente observamos la presión, y debe bajar a 0 atm, cuando baje a esta presión la temperatura se sitúa por debajo de los 50ºC y ya lo pudimos abrir, previamente se abre la llave de vapor.
  • Esperar un poco para dejar enfriar el material
  • Sacamos el material con la bolsa y comprobamos que la cinta se tornó de color marrón oscuro por lo que la esterilización fue exitosa.
  • Posteriormente abrimos la llave del agua para que tire el agua.
  • Se colocó el material estéril en su sitio.

Como se puede observar la cinta cambió de color a marrón oscuro
 por lo que la esterilización fue exitosa.
ACTIVIDADES

¿Por qué hay que cerrar la llave de paso de purga después de conectar y cerrar el autoclave?

Para evitar que salga el agua que vamos a emplear, ya que esta esterilización es por vapor.

¿Cuál es el motivo por que el que hay que limpiar el material antes de desinfectarlo?

Para así eliminar la mayor cantidad posible de microorganismos, quedando sólo prácticamente las esporas bacterianas (que son eliminadas en la esterilización) y así de esta forma, si esterilizamos el material con la menor cantidad de microorganismos posibles más eficaz será la esterilización.


lunes, 10 de junio de 2019

EXTRACCIÓN CASERA DE ADN VEGETAL

OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es extraer el ADN de varios tipos de frutas y verduras, en nuestro caso empleamos plátano y sandía.

MATERIAL:

  • Medio plátano y trozo de sandía
  • Embudo y filtro liso de papel.
  • Pipeta pasteur
  • Vaso de precipitados
  • Mortero
  • Tubo de ensayo 
  • Agua destilada
  • Detergente tipo lavavajillas
  • Matraz
  • Alcohol 96 º muy frío
  • Gradilla
  • Sal común



PROCEDIMIENTO

Lo primero que realizamos fue machacar la sandía y el plátano en un mortero hasta que quedó una textura más o menos homogénea, para ello también se le fue añadiendo agua, para el plátano fue necesario 125 mL de agua aproximadamente, ya que gastamos más o menos la mitad del matraz aforado de 250 mL, para la sandía fue necesario una muy poca cantidad ya que prácticamente todo es agua.



Posteriormente se prepararon dos tubos de ensayo para cada fruta con alcohol etílico y se puso a enfriar, asimismo también se dispuso en un vaso de precipitados una mezcla de una cucharada de lavavajillas líquido con dos pizcas de sal y 20 mL de agua destilada.

Posteriormente se añadieron unas 3 cucharadas del puré de plátano a la mezcla y se removió durante unos 6 minutos, también se realizó lo mismo con la sandía, hay que tener cuidado al remover para evitar la formación de espuma.



Para eliminar los restos tisulares y celulares, dejamos filtrar la solución durante varios minutos en papel de filtro hasta obtener unos 10 mL de filtrado aproximadamente, ya que vamos a preparar dos tubos. El filtro lo realizamos con papel de filtro y con ayuda de un embudo.



Tomamos el filtrado con ayuda de una pasteur y se añade en el tubo de ensayo, dejándolo resbalar por las paredes, y lo dejemos ahí reposar durante 2 o 3 minutos sin moverlo nada.
Este ADN no se conservó



Podemos observar que se aprecia bastante mejor el del plátano, y con bastante mayor cantidad que en la practica que realizamos de ADN bucal casera.



domingo, 9 de junio de 2019

EXTRACCIÓN CASERA DE LA MUCOSA BUCAL

OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es realizar la extracción de ADN de células de descamación del epitelio mucoso del interior de la boca, con la finalidad de conservarlo tras su extracción a -70 ºC.

MATERIAL:

  • Agua destilada.
  • Varilla de vidrio.
  • Vasos desechables
  • Tubos eppendorf.
  • Alcohol de 96º muy frío
  • Sal común.
  • Tubo de ensayo.
  • Alcohol de 70º
  • Asas de siembra
  • Detergente lavavajillas
  • Gradilla.




PROCEDIMIENTO

Lo primero que realizamos fue preparar en un vaso unos 20 mL de agua destilada (que lo medimos con ayuda de una probeta), sobre la que añadimos dos pizcas de sal y un par de gotas de detergente lavavajillas.

A continuación se puso un poco de agua destilada en un vaso de plástico y nos enjuagamos vigorosamente la boca durante un minuto más o menos para arrastrar de esta forma la mayo cantidad posible de células de descamación, para ello es recomendable tragar saliva previamente para eliminar la acción de enzimas que haya contenidas en ella.

Tras el enjuague se expulsó el agua en el vaso en el que habíamos preparado previamente la solución con detergente lavavajillas, y lo dejamos ahí durante 10 minutos, removiéndolo de vez en cuando para disolver componentes, pero no demasiado rápido para evitar la formación de espuma.

A continuación se añadió la solución suavemente en un tuvo de ensayo al cual se le añadió alcohol muy frío dejándola resbalar por la pared del tubo inclinado. Así, lo dejamos reposar durante 2 o 3 minutos pero sin remover nada.

Tras estos minutos el ADN tiende a subir hacia la superficie del alcohol, y una vez que subió lo recogimos con ayuda de un asa de siembra

A continuación se suspende el ADN extraído en un eppendorf con alcohol de 70º

NOTA: el alcohol de 96º lo dejamos en la nevera hasta que fue necesario para, de esta forma conservarlo lo más frío posible.



sábado, 8 de junio de 2019

PIPETEO DE MICROVOLÚMENES

OBJETIVO

Con esta práctica vamos a aprender el manejo de micropipetas para poder realizar de forma correcta y apropiada las técnicas que se emplean en cualquier laboratorio de análisis molecular, tales como la restricción enzimática, la PCR o la electroforesis.

Material necesario:
  • Colorante I.(utilizamos Giemsa)
  • Colorante II.(usamos eosina al 1%)
  • Gradilla de 32 pocillos.
  • Guantes.
  • Micropipetas.
  • Puntas desechables para micropipetas.


PROCEDIMIENTO

Se realizaron dos ejercicios prácticos, y la gradilla se distribuye en dos zonas, una para cada ejercicio.
  • Primer ejercicio
Se realizará en la parte superior de la gradilla y se van a usar 16 pocillos para su realización, los pasos a realizar fueron los siguientes:
1. Pipetear 40 µL del Colorante I en el primer pocillo
2. De esos 40, pipetear 20 µL al segundo pocillo.
3. Del segundo pocillo pipetear 10 µL al tercero.
4. Del primer pocillo pipetear 10 µL al cuarto pocillo.
5. Repetir lo mismo en las otras tres columnas, para así acostumbrarnos al manejo de la micropipeta.
                 A continuación se añadió 20 µL de agua a cada pocillo, y pudimos observar que tenían el mismo color prácticamente puesto que el volumen final de colorante en cada pocillo es el mismo.
  • Segundo ejercicio.
Se realizará en otra parte de la gradilla, se disponen de 16 pocillos para realizarlo.
1. Pipetear 80 μL del colorante II en el primer pocillo.
2. De esos 80 μL pipetear 40 μL al segundo pocillo.
3. Pipetear 20 μL del primer pocillo e introducirlo en el tercer pocillo.
4. Pipetear 20 μL del primero pocillo e introducirlo en el cuarto pocillo.
5. Pipetear 20 μL del segundo pocillo e introducirlo en el cuarto pocillo
6. Repetir lo anterior en las demás columnas.

A continuación añadimos agua, de esta forma:
En la primea columna 20 μL de agua
En la segunda fueron 30 μL 
En la tercera 40 μL 
Y en la cuarta 50 μL de agua.
De esta forma podemos observar un color resultante ligeramente distinto según la dilución que tengan.



OBSERVACIONES:

Es importante apoyar la mano al pipetear ya que nos dará una mayor estabilidad, precisión y rapidez en el pipeteo.

Cuando se quiera trabajar con cantidades muy pequeñas con las micropipetas hay que esperar un poco antes de sacarlo puesto que si no lo hacemos, nos podemos dejar cantidad sin coger.
Otro aspecto a tener en cuenta, es que no caiga el líquido que queramos dispensar en las paredes del tubo cuando sean cantidades muy pequeñas.
Además es muy importante hacer un doble enjuagado con el liquido que se va a utilizar para que de esta manera se consiga: Equilibrar la capa de líquido que se adhiere al interior de la punta, adaptar el aire que hay en la pipeta a la temperatura que tiene el líquido, y neutralizar los efectos de capilaridad.

PREGUNTAS: 


  • ¿Por qué es importante introducir la punta en el líquido con el primer tope del émbolo apretado?¿Por qué es importante sacar la punta del líquido con el segundo tope émbolo apretado? ¿Afectaría a la práctica el no hacerlo de esta forma?
Es importante por que si pulsamos el émbolo hasta el primer tope la micropipeta cogerá la cantidad de líquido que le hemos asignado.
Es importante apretar el segundo tope para que salga todo el líquido que habíamos pipeteado previamente, y no quede ningún resto en el interior.
Si afectaría, sobre todo cuando vamos a realizar cualquier experimento en el que tengamos que trabajar con volúmenes muy pequeños y precisos, puesto que si no pulsamos correctamente los topes en el momento que sea necesario se puede pipetear cantidad de menos, puede que entre aire, que no salga todo el líquido, etc, lo que puede dar lugar a una obtención incorrecta y que nos de un mal resultado del experimento o práctica.
  • ¿Cómo son los volúmenes finales de los pocillos en el primer ejercicio en cada columna?
Los volúmenes finales de los pocillos en cada columna en el primer ejercicio son todos de 10 μL.
  • ¿Qué  volumen tiene el primer pocillo del segundo ejercicio al finalizar la práctica?¿Qué significa?¿Se ha pipeteado inicialmente la cantidad necesaria para hacer el ejercicio?
No queda nada finalmente en el primer pocillo
Ello es debido a que de los 80 μL iniciales se han ido pasando a los otros pocillos y finalmente no ha quedado nada.
Si se ha pipeteado la cantidad necesaria puesto que así lo marcaba nuestro ejercicio, con ello al echarle agua se puede ver como apenas está manchado puesto que queda vacío, solo se aprecia una pizca de color debido a pequeños restos que quedaron en las paredes del pocillo.
  • ¿Qué volumen final tiene el cuarto pocillo del segundo ejercicio respecto al tercero? ¿A simple vista habrías asegurado lo mismo? Explica el por qué de este efecto visual.
El tercer y cuarto pocillo tienen un volumen final ambos de 20 μL.
No se habría dicho lo mismo a simple vista, el efecto visual es debido a que el tercer pocillo se encuentra más cerca del segundo que está mas lleno y entonces parece apreciarse con más colorante cuando en realidad no es así.
  • ¿Qué efecto tendría utilizar una pipeta mal calibrada en la realización de esta práctica?
Pues que no se pipetearía correctamente, y las cantidades probablemente serían incorrectas por lo que luego podría apreciarse al añadir agua.